Nuevo flyer“Immunofluorescence”
http://www.ibidi.de/service/display_material/FL_8XXXX_Immun_150dpi.pdf
Disponible on line , este flyer engloba los siguientes productos
Si quieres más información, puedes contactarme en:
También a través del teléfono: 976 013300
Os quiero presentar nuestra línea de productos para la concentración de muestras de una forma rápida, limpia y eficaz.
MiVac se basa en la tecnología del vacío. Mediante nuestras bombas de membrana conseguimos bajar el punto triple de los solventes y así favorecer la evaporación de los mismos llevando a nuestras muestras a la concentración que deseemos.
Pueden utilizarse en un amplio rango de aplicaciones tales como toxicología/ADME, química de polímeros, DNA, RNA & peptídicos, oligosíntesis, medicina forense, tests de drogas, ciencia alimenticia e investigación agroquímica.
El tamaño compacto de los concentradores MiVac ahorra un espacio valioso en la mesa de trabajo.
Su diseño sencillo y robusto garantiza años de servicio fiables incluso cuando se utilice de manera intensiva, como por ejemplo en la enseñanza ó en laboratorios con varios usuarios. Sus intuitivos controles permiten a aquellos usuarios inexpertos obtener excelentes resultados con la mayoría de las muestras, mientras que para aquellos usuarios más avanzados dispone de programas más sofisticados.
MiVac admite distintas configuraciones según las necesidades de vuestro laboratorio. Con ellas podéis evaporar gran variedad de solventes para un número elevado de muestras, esta es una de las grandes ventajas de estos sistemas.
– Concentrador MiVac: se selecciona según el número de muestras que el usuario quiera concentrar y dispone de gran variedad de rotores intercambiables para trabajar con diferentes volúmenes de tubos, viales e incluso con placas microtiter.
– Bombas MiVac: determinamos el tipo de bomba que cada usuario necesita según los solventes que quiere evaporar. Se trata de bombas de membrana que no necesitan mantenimiento.
– Trampa fría: es una de las grandes diferencias del fabricante. Se trata de un sistema de fácil vaciado, accesible y sin mantenimiento
Y como una imagen vale más que mil palabras os presento una configuración:
Próximamente más…
Un saludo a tod@s
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Hola de nuevo,
Deseo presentaros un nuevo equipo fabricado por BERGHOF.
Este equipo es capaz de determinar la concentración del agua de la muestra de una manera rápida, eficaz, precisa, sencilla y respetuosa con el medioambiente .
El agua de la muestra es evaporada y transportada, con un gas portador, a un sensor coulombimétrico selectivo al agua.
Usando un perfil de temperatura como programa de calentamiento se obtiene la identificación, diferenciación y determinación de las diferentes formas de enlace del agua.
Consiste en una capa de P2O5 higroscópico el cual absorbe el agua del gas portador. Mediante la electrólisis del agua capturada se produce una carga eléctrica que está directamente relacionada con el contenido del agua, según la ley de Faraday.
Este mismo sensor cumple las siguientes normativas para la determinación de agua en gases:
DIN 50450-1 – ASTM D 5454 – ISO 11541:1997.
Sorprende su facilidad de manejo, consiste en:
Los resusltados que se obtienen son totalmente comparables a otras técnicas para la determinación del agua como el KARL FISCHER.
Es por lo tanto un novedoso equipo en el mercado en el que sólo se pueden nombrar ventajas como:
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Functional cell based assays have attracted a lot of interest in various fields of biological research.
Traditionally, the focus of analysis was on molecular function and localization of proteins in living and dead cells. More recently, a need has developed for assays that explore the function of cells and to test how different substances affect the cells ability towards chemotactic and non directed migration, building new blood vessels and the reaction to shear stress in blood flow.
These assays will play an important role in the basic research used to understand the biology of cancer and endothelial cells. They will also be valuable for performing high content screening of drugs in the fields of cancer and arteriosclerosis. In the last few years improvements in micro-structuring and the use of non-traditional materials, such as soft silicone, have increased the number of tools and devices for use in functional cell based assays.
At ibidi, we use technologies, like microinjection molding, to create products that mimic in vivo conditions of cells and are also optimized for microscopy. Varying only one parameter, while keeping the environment at standard conditions, gives access to the response of cells uncoupled from other effects. This is now possible through distinguished assays that quantitatively measure the strength of chemotaxis, tube formation, and wound healing velocity (See Figure 1).
The ibidi angiogenesis assay is based on a slide that uses a “well-in-a-well” format.
This minimizes meniscus formation and drastically reduces the amount of costly reagents like Matrigel (TM of Becton Dickinson).
High quality microscopy images can be taken and analyzed in an automated way (shown on the left side of Figure 1c). A set of different parameters, such as tube length or nodes, are calculated for quantification.
The µ-Slide Chemotaxis can be used to measure the migration of slow moving adherent cells, like HT-1080 or endothelial cells.
Due to the slow movement of these cells, it is important to maintain a stable gradient for more than 24 hours.
This is achieved by a small gap located between two reservoirs serving as sink and source of the gradient.
The transport of the chemokine is minimized through this microstructure (height of only 70 µm), that simultaneously serves as an observation field.
A second version of this slide is available for visualizing the interstitial migration of cells simulated by a gel matrix. The position of at least 40 cells per test is tracked over time and plotted as shown in Figure 1h. The chemotaxis effect is quantified by parameters calculated by our Chemotaxis and Migration Tool (Reference).
Traditionally, the Scratch Assay has been used to study the collective migration of cells.
The biggest disadvantage of this technique is reproducibility.
The affect of the scratch to culture surfaces, like protein coatings, is dependent on each user.
Instead of removing cells by creating a scratch, the Culture-Insert (made of a soft silicone) makes a defined cell-free gap between two cell patches. With the use of image analysis, the change in cell covered area can be derived and plotted over time (Figure 1 l).
Recently, ibidi and Wimasis GmbH collaborated and developed a fully automated image analysis solution for wound healing and tube formation assays. We are also working on an automated solution for tracking single cells imaged with phase contrast that will be useful for non-invasive chemotaxis assays.
On the right side of Figure 1, our flow assay is shown. ibidi’s disposable flow chambers are connected to our perfusion system which is able to be used inside cell culture incubators. Using this system, endothelial cells can be cultured under flow conditions over long periods, such as days or weeks. The typical alignment of endothelial cells is shown in Figure 1o and enlarged in Figure 1p.
In the near future, ibidi plans to take the functional cell based assays introduced here and transfer them to formats for medium to high throughput, such as the angiogenesis assay in a 96-well format.
Dr. Roman Zantl
ibidi GmbH
Am Klopferspitz 19
82152 Planegg/Martinsried
Phone.: +49 (0)89 520 46 17-0
FAX: +49 (0)89 520 46 17-59
E-Mail: info@ibidi.de or elena.gonzalez@inycom.es
Row 1: slides used for the assays. Row 2: working principle.
Row 3: representative image to be analysed. Row 4: quantitative data.
a-d – µ-Slide Angiogenesis: tube formation assays can be done without meniscus formation on the gel medium surface.
e-h – µ-Slide Chemotaxis: allows the analysis of chemotactic individual cell migration in dissolved chemical gradients.
i-l – Culture Insert: collective migration can be investigated with high reproducibility.
m-p – Flow Assays: used to simulate endothelial behaviour under in vivo like perfusion conditions.
Tenemos dos métodos en donde elegir, se trata de los métodos “batch” (agitación) o “columna” mediante crisoles filtrantes, o directamente tras extraer el carbón activo de las columnas.
Método “batch”; para el cual necesitamos la unidad de filtración automática AFU3. El AFU 3 nos permite la filtración automática (para procesar de forma simultánea y semiautomática) de hasta tres muestras. La filtración se realiza directamente en los crisoles filtrantes.
Unidad de preparación automático APU 28
El método columna; En este caso disponemos del APU 2 y APU 28 (con sus variantes). Se tratan de unidades de preparación de muestra para AOX, las cuales son totalmente automáticas, usando el método de columna de acuerdo a la norma ISO 9562. En el caso del APU 28, para el enriquecimiento de hasta 28 muestras conteniendo partículas.
Estas unidades de preparación de muestra nos permiten programar de antemano las muestras y los volúmenes de lavado, así como el proceso automático de la muestra incluso para operación nocturna.
Así pues, podemos resumir diciendo que son tres los factores que nos llevan a decidirnos por un método de preparación de muestras u otro.
El primer factor sería, la elección entre una preparación de muestras manual u automática. En caso de elegir el método “batch”, deberemos prestar una especial atención a la preparación de muestras, ya que la realizaremos de forma manual.
Quizás para el próximo post de AOX podría tratar este tema y entrar más a fondo en el método “batch”, ya que es el más usado en nuestro país y requiere una serie de precauciones para la optimización de resultados. Esto dicho así, puede atisbar alguna dificultad, pero nada más lejos de la realidad ya que se trata simplemente de una serie de cuidados y precauciones mínimas que los usuarios realizan sistemáticamente al poco tiempo de empezar a trabajar con el analizador.
El segundo factor sería el tiempo empleado en la preparación de muestras. Para el método “columna”, el flujo del paso de la muestra hacia la columna es de 3ml/min, lo cual implica que para 100ml de muestra el tiempo de espera es de más de 30 min (cercano a los 45 min si tenemos en cuenta todo el proceso). Sin embargo, con el método “batch” podemos preparar simultáneamente varias muestras, dependiendo del agitador, aunque luego solamente podemos preparar los crisoles de tres en tres en nuestro AFU3.
El tercer factor, quizás menos determinante, pero sí de gran importancia, nos daría en parte respuesta a la afirmación dada anteriormente de porqué el método “batch” es el más utilizado en España. El tercer factor es el tipo de agua a analizar. Se trata por lo general de aguas sucias, es decir, tienen altos porcentajes de AOX y por ese motivo podemos pensar que se necesita un mayor tiempo para transmitir totalmente el AOX de nuestra muestra al carbón actico. Este mayor tiempo de transmisión es evidentemente mayor en el método “batch”, ya que según la norma, la muestra debe estar agitando durante una hora (luego nuestra propia experiencia nos podrá enseñar que es mejor aumentar este tiempo de agitación) junto con el carbón activo.
Por último, algo que obviamente también podría marcar la decisión final en cuanto al uso de un método u otro, sería el precio de los diferentes equipos descritos, ya que no vale lo mismo la unidad de filtración AFU 3 para el método “batch” que la unidad de preparación automática APU 3 para el método “columna”.
Así pues, espero haber aclarado alguna pequeña duda a aquellas personas que ya conocen estos equipos.
¡¡¡Hasta la siguiente publicación!!! No dudéis en contactar con nosotros para cualquier aclaración o consulta.
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